The Opioidergic System of Immune Cells: A New Pharmacological Target in the Therapy of “Cytokine Storm”

Каркищенко В. Н.; Помыткин И. А.; Скворцова В. И.

Статья

Опиоидэргическая система иммунных клеток: новая фармакологическая мишень в терапии «цитокинового шторма»

Каркищенко В. Н., Помыткин И. А., Скворцова В. И.,

2020

https://doi.org/10.33647/2074-5982-16-4-14-23

В настоящей статье предложен новый фармакологический подход к подавлению «цитокинового шторма», основанный на использовании опиоидных пептидов. Клетки иммунной системы имеют полноценную опиоидную систему сигнализации, состоящую из всех трех типов опиоидных рецепторов: мю (μ), дельта (δ) и каппа (κ). Эти клетки также экспрессируют проопиомеланокортин, проэнкефалин и продинорфин, являющиеся предшественниками агонистов рецепторов β-эндорфина, метэнкефалина и динорфинов соответственно. Особенностью опиоидной системы иммуноцитов является то, что экспрессия всех компонентов этой системы повышается в ответ на действие цитокинов и воспаление, что указывает на ее участие в регуляции иммунного ответа. Недавно было показано, что динорфины, возможно, играют важную роль в ингибировании экспрессии провоспалительных цитокинов иммунными клетками, подавляя транслокацию активного димера ядерного фактора каппа В (NF-κB). С учетом ключевой роли канонического пути активации NF-κB в экспрессии цитокинов, который реализуется при активации множества различных рецепторов, подавление этого пути с использованием опиоидных пептидов обеспечивает новый фармакологический подход к решению проблемы «цитокинового шторма». Актуальность этого подхода связана с пандемией коронавирусной инфекции COVID-19, роль «цитокинового шторма» в которой установлена многочисленными исследованиями.

Цитирование

Список литературы

1. Каркищенко Н.Н. Альтернативы биомедицины. Т. 1. Основы биомедицины и фармакомоделирования. М.: Изд-во ВПК, 2007. 320 с.

2. Cabot P.J., Carter L., Gaiddon C., Zhang Q., Schäfer M., Loefﬂer J.P., et al. Immune cell-derived beta-endorphin. Production, release, and control of inﬂammatory pain in rats. J. Clin. Invest. 1997;100(1):142–148. DOI: 10.1172/JCI119506.

3. Cabot P.J., Carter L., Schäfer M., Stein C. Methionine-enkephalin-and Dynorphin A-release from immune cells and control of inﬂammatory pain. Pain. 2001;93(3):207–212. DOI: 10.1016/s03043959(01)00322-0.

4. Cabot P.J. Immune-derived opioids and peripheral antinociception. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 2001;28(3):230–232. DOI: 10.1046/j.1440-1681.2001.03425.x.

5. Chen Y.L., Law P.Y., Loh H.H. Action of NF-kappaB on the delta opioid receptor gene promoter. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007;352(3):818–822. DOI: 10.1016/j.bbrc.2006.11.103.

6. Chen Y.L., Law P.Y., Loh H.H. Nuclear factor kappaB signaling in opioid functions and receptor gene expression. J. Neuroimmune Pharmacol. 2006;1(3):270–279. DOI: 10.1007/s11481-006-9028-0.

7. Chen Y.L., Law P.Y., Loh H.H. Sustained activation of phosphatidylinositol 3-kinase/Akt/nuclear factor kappaB signaling mediates G protein-coupled delta-opioid receptor gene expression. J. Biol. Chem. 2006;281(6):3067–3074.

8. Członkowski A., Stein C., Herz A. Peripheral mechanisms of opioid antinociception in inﬂammation: involvement of cytokines. Eur. J. Pharmacol. 1993;242(3):229–235. DOI: 10.1016/0014-2999(93)90246-e.

9. Fazalul Rahiman S.S., Morgan M., Gray P., Shaw P.N., Cabot P.J. Dynorphin 1-17 and Its N-Terminal Biotransformation Fragments Modulate Lipopolysaccharide-Stimulated Nuclear Factor-kappa B Nuclear Translocation, Interleukin-1beta and Tumor Necrosis Factor-alpha in Differentiated THP-1 Cells. PLoS One. 2016;11(4):e0153005. DOI: 10.1371/journal.pone.0153005.

10. Gao Y.M., Xu G., Wang B., Liu B.C. Cytokine storm syndrome in coronavirus disease 2019: A narrative review. J. Intern. Med. 2020. DOI: 10.1111/joim.13144.

11. Hassan A.H., Pzewłocki R., Herz A., Stein C. Dynorphin, a preferential ligand for kappa-opioid receptors, is present in nerve ﬁbers and immune cells within inﬂamed tissue of the rat. Neurosci. Lett. 1992;140(1):85–88. DOI: 10.1016/0304-3940(92)90688-4.

12. Henry B.M., de Oliveira M.H.S., Benoit S., Plebani M., Lippi G. Hematologic, biochemical and immune biomarker abnormalities associated with severe illness and mortality in coronavirus disease 2019 (COVID-19): a meta-analysis. Clin. Chem. Lab. Med. 2020;58(7):10211028. DOI: 10.1515/cclm-2020-0369.

13. Jiménez N., Puig M.M., Pol O. Antiexudative effects of opioids and expression of kappa- and delta-opioid receptors during intestinal inﬂammation in mice: involvement of nitric oxide. J. Pharmacol. Exp. Ther. 2006;316(1):261–270. DOI: 10.1124/jpet.105.091991.

14. Kraus J., Börner C., Giannini E., Höllt V. The role of nuclear factor kappaB in tumor necrosis factor-regulated transcription of the human mu-opioid receptor gene. Mol. Pharmacol. 2003; 64(4):876–884.

15. Law P.Y., Loh H.H., Wei L.N. Insights into the receptor transcription and signaling: implications in opioid tolerance and dependence. Neuropharmacology. 2004;47(1):300–311.

16. Liu T., Zhang L., Joo D., Sun S.C. NF-κB signaling in inﬂammation. Signal Transduct. Target. Ther. 2017;2. DOI: 10.1038/sigtrans.2017.23.

17. Lolait S.J., Clements J.A., Markwick A.J., Cheng C., McNally M., Smith A.I., et al. Pro-opiomelanocortin messenger ribonucleic acid and posttranslational processing of beta endorphin in spleen macrophages. J. Clin. Invest. 1986;77(6):1776–1779. DOI: 10.1172/JCI112501.

18. Mitchell S., Vargas J., Hoffmann A. Signaling via the NFκB system. Wiley Interdiscip. Rev. Syst. Biol. Med. 2016;8(3):227–241. DOI: 10.1002/wsbm.1331.

19. Morgan M., Heffernan A., Benhabib F., Wagner S., Hewavitharana A.K., Shaw P.N., et al. The efﬁcacy of Dynorphin fragments at the κ, μ and δ opioid receptor in transfected HEK cells and in an animal model of unilateral peripheral inﬂammation. Peptides. 2017;89:9–16. DOI: 10.1016/j.peptides.2016.12.019.

20. Morgan M., Herath H.M., Cabot P.J., Shaw P.N., Hewavitharana A.K. Dynorphin A 1-17 biotransformation in inﬂamed tissue, serum and trypsin solution analysed by liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Anal. Bioanal. Chem. 2012;404(10):31113121. DOI: 10.1007/s00216-012-6406-8.

21. Peterson P.K., Molitor T.W., Chao C.C. The opioid-cytokine connection. J. Neuroimmunol. 1998;83(1–2):63–69. DOI: 10.1016/s0165-5728(97)00222-1.

22. Philippe D., Chakass D., Thuru X., Zerbib P., Tsicopoulos A., Geboes K., et al. Mu opioid receptor expression is increased in inﬂammatory bowel diseases: implications for homeostatic intestinal inﬂammation. Gut. 2006;55(6):815–823. DOI: 10.1136/gut.2005.080887.

23. Pol O., Alameda F., Puig M.M. Inﬂammation enhances mu-opioid receptor transcription and expression in mice intestine. Mol. Pharmacol. 2001;60(5):894–899. DOI: 10.1124/mol.60.5.894.

24. Pol O., Palacio J.R., Puig M.M. The expression of delta- and kappa-opioid receptor is enhanced during intestinal inﬂammation in mice. J. Pharmacol. Exp. Ther. 2003;306(2):455–462. DOI: 10.1124/jpet.103.049346.

25. Przewłocki R., Hassan A.H., Lason W., Epplen C., Herz A., Stein C. Gene expression and localization of opioid peptides in immune cells of inﬂamed tissue: functional role in antinociception. Neuroscience. 1992;48(2):491–500. DOI: 10.1016/0306-4522(92)90509-z.

26. Schäfer M., Carter L., Stein C. Interleukin 1 beta and corticotropin-releasing factor inhibit pain by releasing opioids from immune cells in inﬂamed tissue. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1994;91(10):4219–4223. DOI: 10.1073/pnas.91.10.4219.

27. Sharp B.M. Multiple opioid receptors on immune cells modulate intracellular signaling. Brain Behav. Immun. 2006;20(1):9–14. DOI: 10.1016/j.bbi.2005.02.00.

28. Smith E.M., Morrill A.C., Meyer W.J. 3rd, Blalock J.E. Corticotropin releasing factor induction of leukocyte-derived immunoreactive ACTH and endorphins. Nature. 1986;321(6073):881–882. DOI: 10.1038/321881a0.

29. Stefano G.B., Scharrer B., Smith E.M., Hughes T.K. Jr., Magazine H.I., Bilﬁnger T.V., et al. Opioid and Opiate Immunoregulatory Processes. Crit. Rev. Immunol. 2017;37(2–6):213–248. DOI: 10.1615/CritRevImmunol.v37.i2-6.40.

30. Stein C., Hassan A.H., Przewłocki R., Gramsch C., Peter K., Herz A. Opioids from immunocytes interact with receptors on sensory nerves to inhibit nociception in inﬂammation. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1990;87(15):5935–5939. DOI: 10.1073/pnas.87.15.5935.

31. Wybran J., Appelboom T., Famaey J.P., Govaerts A. Suggestive evidence for receptors for morphine and methionine-enkephalin on normal human blood T lymphocytes. J. Immunol. 1979;123(3):1068–1070.

32. Zurawski G., Benedik M., Kamb B.J., Abrams J.S., Zurawski S.M., Lee F.D. Activation of mouse T-helper cells induces abundant preproenkephalin mRNA synthesis. Science. 1986;232(4751):772–775. DOI: 10.1126/science.2938259.

Источник

Версии

1. Version of Record от 2020-10-14

Метаданные

Об авторах

Каркищенко В. Н.
ФГБУН «Научный центр биомедицинских технологий Федерального медико-биологического агентства России»
Помыткин И. А.
ФГБУН «Научный центр биомедицинских технологий Федерального медико-биологического агентства России»
Скворцова В. И.
Федеральное медико-биологическое агентство России

Предметная рубрика

COVID-19

Название журнала

Journal Biomed

Страницы

14-23

Тип документа

journal article

Тип лицензии Creative Commons

CC BY

Правовой статус документа

Свободная лицензия

Источник

elpub

Поиск по репозиторию

Статья

Опиоидэргическая система иммунных клеток: новая фармакологическая мишень в терапии «цитокинового шторма»

Похожие публикации

Источник

Версии

Метаданные